Unterabschnitte
Verlauf der Translation
Die Information der DNA kann durch die Transkription in die RNA
überführt werden. Durch die Reverse Transkriptase einiger Viren kann
auch die RNA wieder in DNA umgeschrieben werden. Ein Rückgängigmachen
der Translation ist hingegen nicht möglich.
Bei den Bakterien sind Transkription und Translation miteinander
gekoppelt und die Ribosomen greifen bereits an der RNA an, während
diese noch transkribiert wird. Die RNA ist ausserdem bei den
Prokaryonten sehr instabil, so dass sie in vielen Fällen direkt nach
der Transkription abgebaut wird. Eine noch nicht vollständig
synthetisierte RNA wird als naszierende RNA bezeichnet.
Bei den Eukaryonten ist die Synthese der RNA und die Translation durch
den Zellkern getrennt.
Sofort nach der Synthese wird die RNA der Eukaryonten mit einem Cap am
5'-Ende und einem Poly-A-Schwanz am 3'-Ende versehen. Erste wenn das
Spleissen abgeschlossen ist, wird die RNA ins Cytoplasma
transportiert.
Bei den Bakterien findet man RNAs, die monocistronisch sind und nur
ein Protein codieren, während andere Sequenzen mehrere Proteine
codieren und polycistronisch sind. Bei einer polycistronischen Region
findet man am 5'-Ende immer einen nicht codierenden Leader und am
3'-Ende einen ebenfalls nicht codierenden Trailer. Zwischen den beiden
codierenden Sequenzen liegt eine intercistronische Region, die die
beiden codierenden Regionen trennt.
Bei eukaryontischer RNA konnte man die mRNA von der restlichen RNA
isolieren, indem man den Ribosomen das Mg2+ mit EDTA entzieht und
von der RNA löst. Die RNA bleibt an einige Proteine gebunden und
sedimentiert als Ribonukloprotein(RNP)-Fraktion. Die so gewonnene mRNA
wurde zum Entnahmezeitpunkt nachweislich translatiert.
Die mRNA konnte man genauer untersuchen, indem man sie entweder in ein
zellfreies System oder in eine Xenopus Oocyte eingebracht hat.
Der an die RNA angehängt Schwanz aus Polyadenylsäure (Poly(A)-Schwanz)
wird nicht in der DNA codiert, sondern von dem Enzym
Poly-(A)-Polymerase angehängt. Der Abschnitt der RNA ist mit einem
Poly-(A)-Bindeprotein (PABP) assoziiert.
Der Poly(A)-Schwanz scheint eine wichtige Funktion bei der
Stabilitätskontrolle der RNA zu spielen und ausserdem verhinder das
Entfernen des Poly-(A)-Schwanzes die Translation in vitro. Den
gleichen Effekt hat der Entzug des PABP. Welcher Mechanismus hinter
dieser Inaktivierung steckt ist allerdings noch nicht geklärt.
Durch diesen Poly-(A)-Schwanz lässt sich die RNA mittels einer
Affinitätssäule, an die Oligo(dT)-Nukleotide gebunden sind,
isolieren.
Am anderen Ende, dem 5'-Ende ist die mRNA mit einer methyliertern
Cap-Struktur versehen. Diese Modifikation findet man nicht in den
Mitochondrien und Chloroplasten. Dazu behält das erste Nukleotid seine
Triphosphatgruppe am 5'-Ende und wird in einigen Fällen
methyliert. An das dritte Phosphat wird die eigentliche Cap, ein
methyliertes Guanin angehängt.
Den Typ dieser Cap kann man nach der Anzahl der Methylierungen
unterscheiden: Bei einer Cap 0 ist das endständige Guanin
methyliert. Diese Cap findet man bei einer Eukaryonten-RNA immer.
Bei einer Cap 1 wird an der folgenden (ehemals ersten) Base an der
2'-Position eine weitere Methylgruppe angebracht. Wenn an dieser
Postion Adenin sitzt, kann in seltenen Fällen an diesem eine weitere
Methylgruppe angebrach werden. Bei einer Cap 2 wird auch die dritte
(ehemals zweite) Base der Sequenz an der 2'-Position der Ribose
methyliert.
Im Eukaryonten tragen alle RNAs eine Cap, wobei das Verhältnis der
Typen untereinander charakteristisch für einen bestimmten Organismus
ist.
Bei der Bearbeitung der RNA sind vor allem zwei Enzyme beteiligt:
Endo- und Exonukleasen. Endonukleasen setzen ein reifes Molekül aus
einem Primärtranskript frei, während Exonukleasen das Molekül zurecht
schneiden.
Neben der Reifung der RNA kontrollieren die Ribonukleasen ausserdem
den Abbau derselben. Der genaue Mechanismus des Abbausprozesses ist
noch nicht verstanden. Der Abbau verläuft insgesamt von 5'- nach
3'-Richtung. Die durch diese Endonukleaseaktivität freigesetzten
Fragmente werden dann durch Exonukleasen zersetzt.
Bei den Eukaryonten schein der Abbau wesentlich komplizierter geregelt
zu sein und von mehreren destabilisierenden Elementen abzuhängen. Diese
sind AU-reiche Sequenzen, die in der 3'-Trailer-Region liegen.
Zwei besonders gut charakterisierte Sequenzen sind die ARE-Sequenz,
die aus Wiederholungen von AUUUA besteht und die IRE-Sequenz, die in
der 3'-UTR-Region liegt und mehrere Haarnadelstrukturen ausbildet. An
diese bindet dann ein Protein, das sich in Anwesenheit von Eisen löst
und so den Abbau einleitet.
Die Transfer-RNAs sind kleine Moleküle mit einer Länge von 70 bis 90
Nukleotiden. Sie haben eine Adaptorfunktion, da sie mit ihrem einen
Ende an die RNA-Sequenz und mit der anderen an eine Aminosäure binden
können. Durch die Bindung an das der Aminosäure entsprechende
Anticodon wird diese an der richtigen Stelle eingefügt. Durch das
Anheften der Aminosäure am OH-Ende (3') der tRNA wird die Aminosäure
aktiviert und bildet an ihrem COOH-Ende eine energiereiche Bindung,
die eine Peptidbindung erst ermöglicht.
Jede Aminosäure enthält also die Aktivierungsengie für das Ausbilden
einer Bindung zur nächsten Aminosäure.
Durch miteinander hybridisierende Schleifen entstehen sogenannte
Stämme und Schleifen, die zusammen die Struktur eines Kleeblatts
ausbilden:
An den Akzeptorarm ist die AS gebunden. Der Anticodonarm enthält in
seinem Zentrum das Anticodon, welches als Bindungsstelle für das Codon
gilt. Die anderen Arme haben keine direkte Funktion.
Ein sogenannter Extrarm teilt die tRNA auf Grund seiner Länge in zwei
Klassen ein. Die funktionelle Bedeutung dieses Abschnittes ist
unbekannt.
Bei der Sequenzierung unterschiedlicher tRNAs konnte man feststellen,
dass einige der Basen invariable, d.h. in praktisch allen Fällen
identisch und andere smiinvariabel sind, d.h. sie beeinhalten immer
den gleichen Basentyp (A/U oder C/G).
Die dreidimensionale Struktur
der tRNA enspricht einem L. Diese Konformation wird teilweise durch
eine posttranskriptionelle Modifikation erreicht, bei der einzelne
Nukleotide verändert werden. Die in der Tertiärstruktur ausgebildeten
Wasserstoffbrücken bezeichnet man als tertiäre Wasserstoffbrücken.
Die Kopplung der Aminosäure erfolgt durch spezielle Enzyme, die
Amnioacyl-tRNA-Sythetasen. Diese koppeln die Aminosäuren an ihre
entsprechende tRNA. Diese stellen - ebeso wie die tRNA - einen
Adaptor da und man kennt mindestens 20 Amnioacyl-tRNA-Sythetasen, die
jeweils für die Kopplung einer bestimmten AS verantwortlich sind.
Ist die AS erst einmal mit der t-RNA verbunden, wird die Spezifität
der Bindung nur noch von dem Anticodon vermittelt.
Der so entstehendet Code wird degeneriert genannt, da immer mehrere
Codons für eine Aminosäure codieren. Drei der Codons stehen allerdings
nicht für eine Aminosäure, sondern für einen Stop der Translation. Für
einige Aminosäuren kann eine tRNA an mehrere Codons binden, bei
anderen gibt es mehrer tRNAs für unterschiedliche Codons. Bei einigen
tRNAs sind auch nur die ersten beiden Nukleotide spezifisch; bei dem
dritten werden auch Fehler zugelassen (Wobble-Basenpaarung).
Die Ribosomen
Die Ribosomen katalysieren die Proteinbiosynthese. Mehr als die Hälfte
des Gewichts eines Ribosoms bildet ribosomale RNA. Diese rRNAs ähneln
sich bei den meisten Organsimen - sowohl bei der grossen wie auch bei
der kleinen Untereinheit - während die Proteine nur schlecht
konserviert sind.
Die Ribosomen werden an Hand ihrer Sedimentationsgeschwindigkteit in
Svedberf-Einheiten (S) charakterisiert. Die Ribosomen der Prokaryonten
sedimentieren normalerweise mit ca. 70S, die der Eukaryoten mit
ca. 80S. Die Ribosomen bestehen aus einer grossen und einer kleinen
Untereinheit, die beim Eukaryonten 40S und 60S ausmachen.
Die rRNA ist in einigen konservativen Bereichen stark methyliert und
bildet die Stütze der ribosomalen Struktur. Die Struktur ist relativ
flexibel und ermöglicht so die Bindung von mRNA und tRNA.
Die mRNA ist mit der kleinen ribosomalen Untereinheit assoziiert,
wobei zu jedem Zeitpunkt ca. 30 ihrer Basen an den Untereinheit
gebunden sind.
Ribosomen enthalten drei Bindungsstellen für RNA: Zwei für tRNA und
eine für mRNA. Die Peptidyl-tRNA-Bindungsstelle hält die tRNA fest,
die mit dem wachsenden Peptid verbunden ist, während die
Amonacyl-tRNA-Bindungsstelle die neu hinzukommende tRNA aufnimmt. Die
Bindung erfolgt nur dann, wenn Anticodon und mRNA übereinstimmen.
Die mit einer AS beladene tRNA befindet sich auf der grossen
Untereinheit, während das Anticodon mit der mRNA an der kleinen
Untereinheit in Wechselwirkung tritt.
Bei der Stukturellen Aufklärung der Translation griff man häufig auf
die Fähigkeit von Antibiotika zurück, einen bestimmten Schritt der
Synthese zu blockieren. Bei einer Restitenzmutatnten findet man die
Mutation an der Stelle an der auch die Synthese blockiert wird.
Auf diese Art und weise konnte man unterschiedlichen Bereichen der
rRNA verschiedene Funktionen zuordnen.
Die eigentliche Synthese besteht aus drei Schritten:
Zunächst bindet die Aminoacyl-tRNA an der A-Stelle neben einer
besetzten P-Bindungsstelle.
Durch die Peptidyltransferase, einen spezifischen RNA-Abschnitt wird
die Aminosäure an das Protein angehängt (Elongation).
Durch GTP-Hydrolyse wird das Ribosom um drei Nukleotide verschoben,
die tRNA löst sich und die tRNA der bisherigen A-Stelle befindet sich
nun in P-Stellung.
Wird ein sogenanntes Stop-Codon erreicht, so verändert bindet eine
Release-Faktor an die Stelle, die normalerweise mit der Aminoacyl-tRNA
zu besetzen wäre und modifiziert dadurch die
Peptidyltransferaseaktivität so, dass diese das Protein von dem
Ribosom trennt und die Synthese stoppt. Das Ribosom zerfällt in seine
Untereinheiten.
Der erste Schritt, die Initiationsphase ist der wichtigste Schritt,
der das Leseraster des Proteins codiert. Zunächst muss die kleine
Untereinheit so an die mRNA binden, dass sie das AUG-Startcodon
findet. Die kleine Untereinheit bildet zusammen mit den
Intitiationsfaktoren den Initationskomplex.
Bei Bakterien findet man drei Initationsfaktoren: IF-3 ist notwendig,
damit die 30S-rRNA spezifisch and die mRNA bindet. IF-2 bindet eine
Initiator-tNA und steuert deren Eintritt in das Ribosom. Der IF-1
bindet schliesslich an den 30S-Initationskomplex und trägt zu dessen
Stabilität bei.
IF bindet an die 30S-Untereinheiten auch wenn diese frei vorliegen und
kontrolliert so deren Verfügbarkeit. Des weiteren kontrolliert er die
Anlagerung der mRNA an die kleine Untereinheit und erst wenn er sich
gelöst hat, kann die grosse Untereinheit binden.
Erst nachdem sich der Initationskomplex gebildet hat bindet
auch die grosse Untereinheit. An dieser
Stelle bindet dann die Initiator-tRNA an der P-Stelle und stellt ein
Methionin bereit. Da es normalerweise in jeder mRNA viele AUG-Codons
gibt, beginnt die kleine Untereinheit mit einer Bindung an das 5'-Ende
und bewegt sich bis zum ersten AUG in Richtung 3'-Ende. Bei Bakterien
kann die Translation auch bei einem GUG oder einem UUG beginnen. Die
Intitations-tRNA entsteht in zwei Schritten: Zunächst wird eine tRNA
mit dem Merhionin beladen, dass dann anschliessend in einer
Formylierungsreaktion verändert wird. Für das Erkennen von
AUG-Codons, die innerhalb der mRNA liegen ist eine andere tRNA
verantwortlich. Die Initations-tRNA ist die einzige, die direkt an
der P-Stelle binden kann. Dies erreicht die Initiations-tRNA dadurch,
dass sie zum einen am AS-tragenden Ende eine Basenpaarung weniger
hat und an der Anticodon-Schlaufe drei CG-Paarungen aufweist. Die
formylierte AS scheint eher zweitrangig zu sein.
Bei Bakterien enthält die RNA eine Ribosomenbindungssequenz,
an der die Translation beginnt.
Diese Sequenz kann zwischen den Arten variieren, allerdings ist immer
ein AUG-Initiationscodon in der Sequenz enthalten und man findet in
dem Initiationsabschnitt die sogenannte Shine-Dalgarno-Sequenz
(AGGAGG). Man nimmt an, dass diese Sequenz an die rRNA bindet.
Im Gegensatz zu der polycistronischen Bakteriellen RNA kodiert die
monoxistronische Eukaryonten-RNA fast immer nur für ein Protein.
Bei den Eukaryonten erkennen die Ribosomen nicht die RNA selber,
sondern die methylierte 5'-Cap. Ein Protein wird nur dann
translatiert, wenn seine RNA eine 5'-Cap trägt. Eine Ausnahme bilden
einige virale Proteine, die auch ohne Cap translatiert werden. Der
dahinterstehende Mechanismus ist noch unklar.
Nachdem die 40S-Untereinheit an der Cap gebunden hat, wandert das
Ribosom über die Leader-Sequenz bis es das erste AUG findet. Sehr
wahrscheinlich reicht das AUG alleine nicht aus, sondern die gesamte
Sequenz GCC(A/G)CCAUGG ist für die Initiation verantwortlich.
Die Initations-tRNA der Eukaryonten ist eine Methionin-tragende tRNA,
deren AS allerdings nicht formyliert ist. Sie bestitzt allerdings eine
von den anderen tRNAs abweichende Tertiärstruktur und wird durch
Phosphorylierung modifiziert. Die Initation beginnt mit der Bildung
des ternären Komplexes, der Met-tRNA, eIF-2 und GTP enthält. Nur durch
diesen Komplex kann dann die 40S-Untereinheit an die mRNA binden.
Beim weiteren Prozess spielen unterschiedliche IFs eine Rolle: eIF-4
erkennt die 5'-Cap, der eIF-4A entwindet die Struktur am 5'-Ende,
eIF-4B entwindet die weitere Struktur, eIF-3 vermittelt die Bindung
der kleinen Untereinheit und eIF-5 ist eine GTPase, die die Bindung
von 60S und die Freisetzung von eIF-2 und eIF-3 vermittelt.
In dem nun folgenden Prozess der Elongation läuft immer der gleiche
Cyklus ab: Eine Aminoacyl-tRNA tritt in der A-Stellung des Ribosoms
durch einen Elongationsfaktor vermittelt ein, verbindet sich mit der
in P-Stellung befindlichen Kette und rutscht in die P-Stellung vor.
Viele tRNAs besitzen zwei aktive Zentren. Eines dient der Beladung mit
einer Aminosäure, das andere dient dazu, falsch gebundene Aminiosäuren
zu entfernen.
Der Elongationsfaktor (EF) ist eine GTPase, die nur dann aktiv ist, wenn
sie GTP gebunden hat. Wenn sich der EF mit GTP und der Aminacyl-tRNA
verbindet, kann er an die freie A-Stelle des Ribosoms binden - aber
nur dann, wenn die P-Stelle bereits besetzt ist. Durch die Anticodon
erfolt eine Konformationsänderung und eine GTP-Hydrolyse wird
ausgelöst. EF wird freigesetzt und im Cytoplasma von einem weiteren
Faktor regeneriert. Erst durch die Freisetzung kann die Peptidbindung
gebildet werden.
Erst wenn die tRNA das richtige Codon gebundnen
hat wird das GTP hydrolysiert und die Peptidbindung kann sich
ausbilden. Durch die dadurch entstehende Verzögerung ist die
Wahrscheinlichkeite für ein falsches und schwach gebundenes Molkül das
Ribosom zu verlassen vergrössert. Eine falsche Aminoacyl-tRNA
dissoziiert sehr wahrscheinlich bis zu fünf mal schneller als eine
richtig gebundene.
Die Synthese der eigentlichen Peptidbindung ist Aufgabe der
Peptidyltransferase. Sie ist Teil des Ribosoms und sorgt auch für die
Translokation des Ribosoms nach dem Ausbilden der Bindung. Die
Translokation erfordert einen weiteren Elongationsfaktor EF-G (bei
Eukaryonten der Faktor eEF-2). Da
immer nur einer der Elongationsfaktoren binden kann, verläuft die
Synthese in einem von diesen Faktoren abhängigen Zyklus.
Drei Codons werden als Stop-Codons bezeichnet. Diese Codons werden
nicht von tRNA, sondern direkt von Proteinfaktoren erkannt.
Diese Proteine werden bei E. coli als Freisetzungsfaktoren
bezeichnet. Diese lösen eine Reaktion aus, bei er die letzte AS von
der zugehörigen tRNA gelöst wird und die Synthese so beendet wird. Die
Reaktion entspricht der normalen Reaktion der Peptidyl-Transferase,
nur dass das Peptid nicht an ein weiteres, sondern an Wasser ,,
gebunden`` wird.
Das Leseraster, das nicht durch Stopcodons unterbrochen ist, wird im
Allgemeinen als offenes Leseraster ORF bezeichnet. Die anderen
Leseraster nennt man blockiert.
Der Genetische Code codiert jeweils in inem Codon von drei Basen eine
Aminosäure. Da diese Umsetzung eine ,,Einbahnstrasse`` ist und
man die Information der Basenpaarung nicht zurückgewinnen kann,
bezeichnet man die Code als Drei-Base-Degeneration.
Die Paarung der Basen der tRNA mit der mRNA entspricht nicht der
normalerweise stattfindenen GC- und AU-Bindung. In den meisten Fällen
ist die dritte Base irrelevant. Diese wird durch die Wobble-Hypothese
begründet, welche besagt, dass die Paarung der ersten beiden Basen den
normalen Regeln folgt, während die Paarung der dritten Base hohen
Schwankungen unterliegt.
In der tRNA finden sich manigfaltige Modifikationen der AS und des
Riboserings. In vielen Fällen findet man eine Methylierung; es finden
sich aber auchd deutlich kompliziertere Reaktionen. Diese Modifikation
werden von spezifischen Enzymen nach der Synthese der tRNA an dieser
angebracht.
Durch eine Modifikation der Basen am Anticodon erreicht man eine
höhere Flexibilität in dessen Bindungseigenschaften. So wird ein A in
erster Stelle praktisch immer in ein Inosin überführt. Dieses bindet
A, U und C. Thiouracil hingegen verbindet sich nur mit Adenin.
Gerade bei den Terminationscodons findet man eine hohe Variabilität
zwischen den Arten. Grosse Abweichungen findet man auch beim Genom der
Mitochondrien. Hier codiert z.B. UGA für Tryptophan und UGA hat die
Bedeutung eines Stop-Codons. Man vermutet, dass diese Instabilität auf
Grund des kleinen Genoms nur zu wenigen Veränderungen führte und
deshalb keine schweren Folgen hatte. Des weiteren besitzen
Mitochondrien nur 22 tRNAs, was eigentlich zur Codierung der 20 AS
nicht ausreicht. Dies wird durch eine Veränderung der Anticodonpaarung
erreicht, so dass noch weitere Codons erkannt werden können.
Die Amino-acyl-tRNA-Synthetasen beladen die tRNA mit ihrer AS. Der
Prozess ist zweistufig und hängt von ATP ab. Sie erkennen immer eine
AS, aber alle mit ihr zu beladenden tRNAs. Die tRNA wird vor allem an
ihren beiden Enden gebunden und dann beladen.
Der Mechanismus der Erkennung - sowohl zwischen tRNA und mRNA als
auch zwischen tRNA und tRNA-Synthetase - bedarf eines
Korrekturmechanismuses, der falsche Bindungen wieder trennt.
Bei der Bindung der tRNA an die Synthetase verläuft diese in zwei
Schritten: Zunächst erfolgt die Bindung der tRNA. Wenn es die richtige
tRNA ist, assoziiert sie schneller als sie dissoziiert. Die richtige
RNA wird dann in einem zweiten Schtitt eine Konformationsänderung
auslösen, die zu einer schnellen Aminoacylierung führt.
Die Bindung eine falsche AS wird durch ein chemisches Korrekturlesen
in Anwesenheit der tRNA überprüft.
Wenn es in der RNA zu einer Nonsens-Mutation kommt, die eigentlich
einen Stop der Translation bedeuten würde, kann diese durch eine
ebenfalls mutierte tRNA supprimiert werden, indem diese an das
Stopcodon bindet, eine andere AS an der entsprechenden Stelle einbaut
und die Translation so weiter gehen kann.
Bei einer Missensmutation higegen wird durch eine mutation eine andere
(falsche) AS repräsentiert. Diese Mutation kann supprimiert werden,
indem die ursprüngliche oder eine andere für das Protein akzeptable AS
eingebaut wird. Diese Prozess beruht sehr wahrscheinlich, wie auch die
Supprimierung eine Nonsens-Mutation auf einer mutation im
Anticodon-Triplet der tRNA.
Suppressor-Mutationen haben immer zur Folge, dass das mutierte Codon
entweder in seiner normalen Bedeutung oder von der Suppressor-tRNA
gelesen zu werden. Die beiden tRNAs konkurrieren um die
Bindungsstelle. Diese Konkurrenz kann wiederum durch die in der
Nachbarschaft der Bindungsstelle auftretenden Basen moduliert werden.
Eine Suppressor-Mutation hat aber ausser dieser positiven auch die
negative Wirkung, dass die natürlichen Stop-Codons teilweise überlesen
werden.
Bei einer Verschiebung des Leserasters kann eine
Rasterverschiebungsmutation das ursprüngliche Leseraster wieder
herstellen. Diese beruht auf einer tRNA, die eine zusätzliche Base in
ihre Anticodon-Erkennunssequenz eingebaut hat und so ein (oder
mehrere) Vierer-Codons erkennen kann. Dieser Prozess findet bei Phagen
und Viren sehr häufig statt und dient dort der Regulation von Lyse und
anderen Prozessen.
Neben den annormalen tRNAs kann auch eine ,,rutschige``
mRNA-Sequenz dazu führen, dass sich die tRNA von ihrem Codon zu einem
überlappenden Codon ruschen kann und so eine Leserasterverschiebung
verursacht.
Lokalisation von Proteinen
Die Verteilung der Protein innerhalb der Zelle wird durch einen
ausgefeilten Transportmechanismus gesteuert und geregelt. Auf diese
Weise ist die Wirkung mancher Proteine auf einen relativ kleinen Raum
beschränkt.
Nach der Translation nehmen manche Proteine von selbst eine aktive
Konformation an. Dies wird Fähigkeit zur Selbstaggregation
bezeichnet. Bei anderen Proteinen wird der korrekte Zusammenbau durch
Chaperone katalysiert.
Die Chaperone wirken bei neu synthetisierten oder denaturierten
Proteinen, indem sie an die normalerweise im Inneren des Moleküls
liegenden Domänen binden und so die richtige Faltung der falschen
gegenüber begünstigen. Eine wichtige Rolle spielen die Chaperone aber
auch bei der Membranpassage eines Proteins. Wenn dieses zu gross für
die Membran ist, kann seine Passage dadurch ermöglicht werden, dass es
von den Chaperonen in einer linearen, d.h. ungefalteten Form gehalten
wird.
Die wichtigen Chaperone ist die Proteine Hsp70, Hsp60 und Hsp 90.
Hsp70 bindet an das naszierende Protein und verhindert eine falsche
Faltung. Das Protein ist in den meisten Organismen sehr stark
konserviert.
Die Klasse der Hsp60-Moleküle besteht aus grossen Proteinmaschinen,
die aus jeweils zwei Untereinheiten bestehen. Es bildet eine Art
Hohlzylinder und hilft den Proteinen bei ihrer korrekten
Faltung. Durch eine Verbindung mit einem Hsp60-Heptamer bildet es
einen Hohlraum, din dem sich das Substrat unter Einwirkung des
Proteins und ATP-Hydrolyse falten kann.
Wenn ein Protein nicht im Cytoplasma verbleiben soll, sonder in die
Mitochondrien tranportiert werden soll, braucht es eine spezifische
Leader-Sequenz. Die Leadersequenzen von Mitochondrien und
Chloroplasten weisen eine geringe Homologie auf und sind vor allem aus
hydrophilen AS, die sich in einem Muster von ungeladenen und basischen
AS abwechseln aufgebaut. Das charakteristische Merkmal dieser Sequenz
ist die Sekundärstruktur, in der es eine amphipathische Helis
ausbildet.
Diese Sequenz ist das einzige entscheidende Transportsignal, wie man
mit Hybridproteinen nachweisen kann. Während dem Transport wird das
Enzym zunächst entfaltet, eintransportiert und dann wieder
gefaltet. Der Transport verbraucht auf beiden Seiten der Membran
ATP. Das Protein wird vermutlich von dem cytoplasmatischen Hsp70 in
seiner linearen Konformation gehalten und die Bindung des
mitochondrialen Hsp70 könnte durch seine hohe Bindungsaffinität die
Energie für den Eintransport zur Verfügung stellen. Im Mitochondrium
reicht das Hsp70 das Protein an Hsp60 weiter, das dann für dessen
korrekte Faltung verantwortlich ist.
Der Transport eines Proteins in den Innenraum des Mitochondriums
erfolt wahrscheinlich an den Stellen, an denen sich die beiden
Membranen berühren. Der Transport verläuft durch hydrophile Poren, die
das Protein gegen die Membranen abschirmen.
Damit ein Membran von dem Matrixraum weiter in den Intermembranraum
transportiert wird, benötigt es ein weiteres Signal. Dieses Signal
liegt in der Leadersequenz hinter dem Matrix-Transportsigna und wird
aktiv, nachdem das Transportsignal für den Matrixraum abgespalten
wurde.
Der Transport in Chloroplasten und Mitochondrien ist immer durch ein
Signal innerhalb der N-terminalen Leadersequenz gesteuert. Der
Transport in die Peroxisomen hingegen werden von einer C-terminalen
Sequenz vermittelt. Diese lautet häufig SKL (Ser-Lys-Leu).
Für den Transport in das ER, der bereits während der Translation
beginnt, ist ebenfalls eine Signalsequenz verantwortlich. Das Signal
besteht hier aus einer 15 bis 30 AS langen Leadersequenz, in der sich
ein hydrophober Bereich befindet.
Die Verbindung eines Proteins mit der Membran kann unterschiedlich
sein: Ein integrales Membranprotein ist mit mindestens einer
Transmembranregion in die Membran integriert. Wenn das Protein nur ine
Tranmembrandomäne hat, kann diese entweder dem Cytoplasma oder dem
extrazellulären Raum zugewand sein. Ein Protein mit mehreren
Transmembrandonänen kann eine hydrophobe Pore bilden.
Die Kanäle für den Eintransport bilden sich auf die Bindung der
Ribosomen hin. Man nimmt an, dass ein Transmembranprotein in seiner
Translokation gestoppt wird, nachdem es mit einem Teil bereits in das
ER eingedrungen ist. Wie sich das Molekül dann von dem Kanal löst ist
nicht bekannt. Die Proteine können aber auch mittels einer Fettsäure
in der Membran verankert werden.
Die Schlüsselrolle bei der Translokation ins ER spielt der small
recognition particle SRP. Dieser fünf bis sech Nanometer lange Stab
kann die Signalsequenz naszierender Proteinketten und an die
Rezeptoren in der Wand des ER binden. Nachdem der SRP an das Protein
gebunden hat stoppt die Translation so lange, bis der SRP an seinen
Rezeptor am ER gebunden hat. Dann dringt die bereits synthetisierte
Leadersequenz in das ER ein und nachdem das Ribosom fest mit dem ER
verbunden ist (warhscheinlich durch Sec61), wird die Translation
fortgesetzt. So wird verhindert,
dass das Protein in das Cytoplama gelangt, wo es eventuell eine
Konformation annehmen könnte, in der es nicht mehr in das ER
transportiert werden könnte.
Bei Proteinen, die in der Membran verleiben, findet man ein
sogenanntes Transferstopsignal, das aus einer Gruppe hydrophober AS
besteht und dient als Anker, mit dem das Protein in der Membran
befestigt wird. Fügt man eine solche Ankersequenz an ein anderes
Protein an, so kann sie als Signalsequenz fungieren.
Je nachdem, in welche Richtung die N-terminale Sequenz zeigt, wird die
Signalsequenz gleich zu Anfang abgespalten und das N-terminale Ende
tritt in das ER ein, bis die Ankersequenz erreicht ist. Im anderen
Fall enthält das Protein keine Leadersequenz, sondern dringt mit dem
Ankerprotein direkt in die Membran ein und führt dann das C-terminale
Ende schleifenförmig in den Innenraum des ER.
Normalerweise weist die cytoplasmatische Domäne eines Moleküls eine
höhere positive Ladung aus, was offensichtilich als Signal für die
Richtung der Insertion ausgewertet wird.
Der bidirektionale Transport zwischen Kern und Cytoplasma verläuft
durch die Kernporen. Der äusserer Ring des Kernporenkomplexes ist
ca. 120 nm gross; der eigentliche Porendurchmesser higegen nur ca. 10
nm. Der äusserer Ring besteht aus acht Untereinheiten.
Man kann die Substanzen in der Zelle an Hand ihrer Grösse in drei
Klassen einteilen: Molküle unterhalb von 5.000 Dalton können
problemlos durch die Poren hindurch diffundieren. Die Proteine
zwischen 5 und 50 kDalton diffundieren nur langsam über mehrere
Stunden hinweg. Moleküle oberhalb der Grenze von 50 kDalton müssen
aktiv in den Kern transportiert werden.
Man nimmt an, dass die kleineren Moleküle passiv durch die Speichen
zwischen dem äusseren und dem inneren Ring der Pore diese passieren
können, während grössere Substanzen aktiv durch die zentrale Öffnung
transportiert werden. Man vermutet, dass sich die Kernpore beim
aktiven Tranport ähnlich einer Kamerablende öffnet und schliesst.
Alle Proteine, die in der Kern tranportiert werden sollen weisen ein
Kernlokalisationssignal (NLS) auf. Diese Signale sind wenig
konserviert. Der eigentliche Eintransport lässt sich in zwei Stadien
untergliedern: Das Andocken und die Translokation. Der letztere Teil
geschieht nur in der Anwesenheit von ATP. Das Andocken wird von einem
Importin-Proteinkomplex vermittelt, während die Nucleoprorine in
Kooperation mit der Ran-GTPase den Import vermitteln.
Der Transport aus dem Kern heraus schein auf dem gleichen Mechanismus
zu beruhen und auf ein NES (Kernexportsignal) zu reagieren.
Die Proteasen der Zelle lasse sich im Allgemeinen in drei Gruppen
einteilen:
Einige Proteasen wirken spezifisch auf spezielle Proproteine ein, die
dadurch erst in mehrere funktionsfähige Proteine gespalten werden.
In den Lysosomen befinden sich Proteasen, die von der Zelle durch
Endocytose aufgenommene Proteine verdauen. Das Prteasom schliesslich
ist ein Komplex, der im Cytoplasma Proteine abbaut.
Der Abbau eines Proteins erfolgt dann, wenn es speziell markiert
ist. Dazu wird das Ubiquitin, ein kleines Polypeptid an das Protein
gebunden. Diese Bindung wird von unterschiedlichen
Ubiquitinierungsligasen durchgeführt, die es ermöglichen, Substrate
nach unterschiedlichen Kriterien mit diesem Signal zu versehen. Erst
wenn an das erste Ubiquitin noch weitere Ubiquitinmoleküle angefügt
wurden und ein Polyubiquitin entstanden ist, wird das Protein
endgültig abgebaut.
die Proteasomen haben die Struktur eines Hohlzylinders und dienen dem
Abbau der Proteine. Man nimmt an, dass die Proteine zum Abbau in das
Innere des Zylinders gelangen müssen, allerdings ist der genaue
Mechanismus noch nicht bekannt.
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